Птицы играют ключевую роль в функционировании большинства крупных экосистем планеты и являются важными объектами биомониторинга. Традиционные методы их изучения нередко имеют ограничения, особенно при исследовании редких, скрытных, мигрирующих видов или видов, обитающих в труднодоступных местах. Сложности с организацией полевых наблюдений, плохие погодные условия и разница в квалификации специалистов могут существенно искажать получаемые данные или даже делать их анализ невозможным. ДНК окружающей среды (экологическая ДНК, эДНК, environmental DNA, eDNA) - это неинвазивный и высокопроизводительный инструмент оценки биоразно образия, который постепенно входит в практику экологических исследований по всему миру. Наиболее впечатляющие результаты его применения связаны с изучением ихтиофауны, однако в последние несколько лет анализ эДНК также стал использоваться в орнитологии. Тем не менее, целенаправленные исследования птиц с применением эДНК проводятся сравнительно редко, что связано с отсутствием достаточной апробации методик. Актуальные данные (по состоянию на начало 2025 г.) позволяют утверждать, что эДНК может стать ценным инструментом для изучения биоразнообразия и экологии птиц. Методы, основанные на анализе эДНК, уже доказали свою эффективность в обнаружении водоплавающих и околоводных птиц, а также видов, не связанных с водной средой, например птиц-опылителей. В данной статье представлен обзор применения метода эДНК для детекции птиц в различных экосистемах - от тропических лесов до полярных широт, включая как водные, так и наземные среды. Рассматриваются основные направления использования метода, такие как идентификация отдельных видов и оценка разнообразия авифауны. Особое внимание уделяется меташтрихкодированию эДНК как наиболее перспективному подходу, способному значительно повысить производительность биомониторинговых исследований птиц.
Предпросмотр статьи
Идентификаторы и классификаторы
- SCI
- Биология
Птицы (класс Aves) – один из самых крупных таксонов вторичноротых, включающий более 40 отрядов (http://www. worldbirdnames. org/ioclists/classification/). Благодаря своей экологической пластичности, а также высоким темпам видообразования и расселения, птицы играют ключевую роль в функционировании большинства крупных экосистем планеты. Они являются основными регуляторами численности других животных, переносчиками различных компонентов биома от зеленых водорослей и семян до рыб и амфибий, а также опылителями цветковых растений. Птицы занимают высшие уровни многих трофических цепей, что делает их чрезвычайно чувствительными к изменениям в окружающей среде (Steele et al. 1984; Koskimies 1989; Gregory et al. 2005).
Если у вас возникли вопросы или появились предложения по содержанию статьи, пожалуйста, направляйте их в рамках данной темы.
Список литературы
1. Allen M.C., Kwait R., Vastano A., Kisurin A., Zoccolo I., Jaffe B.D., Angle J.C., Maslo B. and Lockwood J.L. 2023. Sampling environmental DNA from trees and soil to detect cryptic arboreal mammals. Scientific Reports, 13: 180. DOI: 10.1038/s41598-023-27512-8 EDN: ZPHDEG
2. Banchi E., Pallavicini A. and Muggia L. 2020. Relevance of plant and fungal DNA metabarcoding in aerobiology. Aerobiologia, 36(1): 9-23. DOI: 10.1007/s10453-019-09574-2 EDN: MPFTSF
3. Barnes M.A., Turner C.R., Jerde C.L., Renshaw M.A., Chadderton W.L. and Lodge D.M. 2014. Environmental conditions influence eDNA persistence in aquatic systems. Environmental Science and Technology, 48: 1819-1827. DOI: 10.1021/es404734p
4. Beng K.C. and Corlett R.T. 2020. Applications of environmental DNA (eDNA) in ecology and conservation: opportunities, challenges and prospects. Biodiversity and Conservation, 29: 2089-2121. DOI: 10.1007/s10531-020-01980-0 EDN: AIXAQW
5. Blake M., McKeown N.J., Bushell M.L. and Shaw P.W. 2016. DNA extraction from spider webs. Conservation Genetics Resources, 8: 219-221. DOI: 10.1007/s12686-016-0537-8 EDN: ULYRLR
6. Brav-Cubitt T. and Middleton D.M.R.L. 2024. A real-time PCR assay for detecting trace amounts of kiwi (Apteryx spp.) DNA. Conservation Genetics Resources. DOI: 10.1007/s12686-024-01371-5
7. Chabot D. and Francis C.M. 2016. Computer-automated bird detection and counts in high-resolution aerial images: a review. Journal of Field Ornithology, 87(4): 343-359. DOI: 10.1111/jofo.12171
8. Clare E.L., Economou C.K., Faulkes C.G., Gilbert J.D., Bennett F., Drinkwater R. and Littlefair J.E. 2021. eDNAir: proof of concept that animal DNA can be collected from air sampling. PeerJ, 9: e11030. DOI: 10.7717/peerj.11030 EDN: MYKRRD
9. Clare E.L., Economou C.K., Bennett F.J., Dyer C.E., Adams K., McRobie B., Drinkwater R. and Littlefair J.E. 2022. Measuring biodiversity from DNA in the air. Current Biology, 32: 693-700. e5. DOI: 10.1016/j.cub.2021.11.064 EDN: AFQWWK
10. Closek C.J., Santora J.A., Starks H.A., Schroeder I.D., Andruszkiewicz E.A., Sakuma K.M., Bograd S.J., Hazen E.L., Field J.C. and Boehm A.B. 2019. Marine vertebrate biodiversity and distribution within the central California Current using environmental DNA (eDNA) metabarcoding and ecosystem surveys. Frontiers in Marine Science, 6: 732. DOI: 10.3389/fmars.2019.00732
11. David B.O., Fake D.R., Hicks A.S., Wilkinson S.P., Bunce M., Smith J.S., West D.W., Collins K.E. and Gleeson D.M. 2021. Sucked in by eDNA - a promising tool for complementing riverine assessment of freshwater fish communities in Aotearoa New Zealand. New Zealand Journal of Zoology, 48: 217-244. DOI: 10.1080/03014223.2021.1905672 EDN: ZRYNHT
12. Davy C.M., Kidd A.G. and Wilson C.C. 2015. Development and validation of environmental DNA (eDNA) markers for detection of freshwater turtles. PloS ONE, 10(7): e0130965. DOI: 10.1371/journal.pone.0130965
13. Day K., Campbell H., Fisher A., Gibb K., Hill B., Rose A. and Jarman S.N. 2019. Development and validation of an environmental DNA test for the endangered Gouldian finch. Endangered Species Research, 40: 171-182. DOI: 10.3354/esr00987 EDN: OYJNFZ
14. Dejean T., Valentini A., Duparc A., Pellier-Cuit S., Pompanon F., Taberlet P. and Miaud C. 2011. Persistence of environmental DNA in freshwater ecosystems. PLoS ONE, 6(8): e23398. DOI: 10.1371/journal.pone.0023398
15. Dickie I.A., Boyer S., Buckley H.L., Duncan R.P., Gardner P.P., Hogg I.D., Holdaway R.J., Lear G., Makiola A., Morales S.E., Powell J.R. and Weaver L. 2018. Towards robust and repeatable sampling methods in eDNA-based studies. Molecular Ecology Resources, 18(5): 940-952. DOI: 10.1111/1755-0998.12907
16. Dysthe J.C., Franklin T.W., McKelvey K.S., Young M.K. and Schwartz M.K. 2018. An improved environmental DNA assay for bull trout (Salvelinus confluentus) based on the ribosomal internal transcribed spacer I. PLoS ONE, 13(11): e0206851. DOI: 10.1371/jour-nal.pone.0206851
17. Feist S.M., Guan X., Malmfeldt M.P. and Lance R.F. 2022. Two novel qPCR assays to enhance black rail (Laterallus jamaicensis) eDNA surveys in the United States. Conservation Genetics Resources, 14: 321-329. DOI: 10.1007/s12686-022-01279-y EDN: MHUACU
18. Foote A.D., Thomsen P.F., Sveegaard S., Wahlberg M., Kielgast J., Kyhn L.A., Salling A.B., Galatius A., Orlando L. and Gilbert M.T.P. 2012. Investigating the potential use of environmental DNA (eDNA) for genetic monitoring of marine mammals. PLoS ONE, 7: e41781. DOI: 10.1371/journal.pone.0041781 EDN: ROGZDJ
19. Fraija-Fernández N., Bouquieaux M.C., Rey A., Mendibil I., Cotano U., Irigoien X., Santos M. and Rodríguez-Ezpeleta N. 2020. Marine water environmental DNA metabarcoding provides a comprehensive fish diversity assessment and reveals spatial patterns in a large oceanic area. Ecology and Evolution, 10: 7560-7584. DOI: 10.1002/ece3.6482 EDN: JGHCFL
20. Fraixedas S., Linden A., Piha M., Cabeza M., Gregory R. and Lehikoinen A. 2020. A state-of-the-art review on birds as indicators of biodiversity: Advances, challenges, and future directions. Ecological Indicators, 118: 106728. DOI: 10.1016/j.ecolind.2020.106728 EDN: WOWDLX
21. Frolov A.V., Vishnevskaya M.S., Viljanen H., Montreuil O. and Akhmetova L.A. 2024. New data on trophic associations of dung beetles (Coleoptera, Scarabaeidae, Scarabaeinae) and lemurs (Primates, Lemuroidea) in Madagascar revealed by metabarcoding. Biodiversity Data Journal, 12: e130400. DOI: 10.3897/BDJ.12.e130400 EDN: KOUQMC
22. Furlan E.M., Gleeson D., Hardy C.M. and Duncan R.P. 2016. A framework for estimating the sensitivity of eDNA surveys. Molecular Ecology Resources, 16(3): 641-654. DOI: 10.1111/1755-0998.12483 EDN: WPMJGP
23. Furness R.W. and Greenwood J.J. 1993. Birds as monitors of environmental change. Springer, London, 356 p. DOI: 10.1007/978-94-015-1322-7
24. Garrett N.R., Watkins J., Simmons N.B., Fenton B., Maeda-Obregon A., Sanchez D.E., Froehlich E.M., Walker F.M., Littlefair J.E. and Clare E.L. 2023. Airborne eDNA documents a diverse and ecologically complex tropical bat and other mammal community. Environmental DNA, 5: 350-362. DOI: 10.1002/edn3.385 EDN: VKBQJZ
25. Gregorič M., Kutnjak D., Bačnik K., Gostinčar C., Pecman A., Ravnikar M. and Kuntner M. 2022. Spider webs as eDNA samplers: Biodiversity assessment across the tree of life. Molecular ecology resources, 22(7): 2534-2545. DOI: 10.1111/1755-0998.13629 EDN: AHAIDI
26. Gregory R.D., van Strien A., Vorisek P., Gmelig Meyling A.W., Noble D.G., Foppen R.P. and Gibbons D.W. 2005. Developing indicators for European birds. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences, 360(1454): 269-288. DOI: 10.1098/rstb.2004.1602 EDN: LZADKF
27. Guthrie A.M., Cooper C.E., Bateman P.W., van der Heyde M., Allentoft M.E. and Nevill P. 2024. A quantitative analysis of vertebrate environmental DNA degradation in soil in response to time, UV light, and temperature. Environmental DNA, 6: e581. DOI: 10.1002/edn3.581 EDN: UPTTAO
28. Haderlé R., Bouveret L., Chazal J., Girardet J., Iglésias S., Lopez P.J., Millon C., Valentini A., Ung V. and Jung J.L. 2024. eDNA-based survey of the marine vertebrate biodiversity off the west coast of Guadeloupe (French West Indies). Biodiversity Data Journal, 12: e125348. DOI: 10.3897/BDJ.12.e125348 EDN: WBYESY
29. Harper L.R., Handley L.L., Hahn C., Boonham N., Rees H.C., Gough K.C., Lewis E., Adams I.P., Brotherton P., Phillips S. and Hänfling B. 2018. Needle in a haystack? A comparison of eDNA metabarcoding and targeted qPCR for detection of the great crested newt (Triturus cristatus). Ecology and Evolution, 8: 6330-6341. DOI: 10.1002/ece3.4013
30. Harrison J.B., Sunday J.M. and Rogers S.M. 2019. Predicting the fate of eDNA in the environment and implications for studying biodiversity. Proceedings of the Royal Society, Biological sciences, 286(1915): 20191409. DOI: 10.1098/rspb.2019.1409 EDN: TNHHLA
31. Hebert P.D.N., Cywinska A., Ball S.L. and de Waard J.R. 2003. Biological identifications through DNA barcodes. Proceedings of the Royal Society of London, Series B, Biological Sciences, 270(1512): 313-321. DOI: 10.1098/rspb.2002.2218 EDN: MGXLYB
32. Heert P.D., Stoeckle M.Y., Zemlak T.S. and Francis C.M. 2004. Identification of Birds through DNA Barcodes. PLoS Biology, 2(10): e312. DOI: 10.1371/journal.pbio.0020312 EDN: XSDDSS
33. Hird S.M. 2017. Evolutionary Biology Needs Wild Microbiomes. Frontiers in Microbiology, 8: 725. DOI: 10.3389/fmicb.2017.00725 EDN: YGIWMP
34. Honka J., Kvist L., Øien I.J., Aarvak T., Siivonen S. and Aspi J. 2024a. Environmental DNA reveals a presence of Anser fabalis (Bean Goose) and an absence of Anser erythropus (Lesser Whitefronted Goose) in Finnish Northern Lapland. Ornithological Applications, 127(1): 1-10. DOI: 10.1093/ornithapp/duae060
35. Honka J., Kvist L., Olli S., Laaksonen T. and Aspi J. 2024b. Optimised PCR assays for detecting elusive waterfowl from environmental DNA. Ecology and Evolution, 14: e11224. DOI: 10.1002/ece3.11224 EDN: PIAEEL
36. Ilina A.V., Galkina S.A., Starikov D.A., Salhabeev R.G. and Dyomin A.G. 2024. Study on exogenous DNA degradation in Ladoga lake water. Biotekhnologiya, 40(3): 100-108. [In Russian]. DOI: 10.56304/S0234275824030116 EDN: YGHROU
37. Jensen M.R., Høgslund S., Knudsen S.W., Nielsen J., Møller P.R., Rysgaard S. and Thomsen P.F. 2023. Distinct latitudinal community patterns of Arctic marine vertebrates along the East Greenlandic coast detected by environmental DNA. Diversity and Distributions, 29: 316-334. DOI: 10.1111/ddi.13665 EDN: OBTZRO
38. Jerde C.L., Mahon A.R., Chadderton W.L. and Lodge D.M. 2011. “Sight-unseen” detection of rare aquatic species using environmental DNA. Conservation letters, 4(2): 150-157. DOI: 10.1111/j.1755-263x.2010.00158.x
39. Jo T.S., Tsuri K. and Yamanaka H. 2022. Can nuclear aquatic environmental DNA be a genetic marker for the accurate estimation of species abundance? Naturwissenschaften, 109(4): 38. DOI: 10.1007/s00114-022-01808-7 EDN: XQNSET
40. Johnson M.D., Barnes M.A., Garrett N.R. and Clare E.L. 2023. Answers blowing in the wind: Detection of birds, mammals, and amphibians with airborne environmental DNA in a natural environment over a yearlong survey. Environmental DNA, 5(2): 375-387. DOI: 10.1002/edn3.388 EDN: FEBFCT
41. Jønsson K.A., Thomassen E.E., Iova B., Sam K. and Thomsen P.F. 2023. Using environmental DNA to investigate avian interactions with flowering plants. Environmental DNA, 5: 462-475. DOI: 10.1002/edn3.393 EDN: DQDSIO
42. Katayama N., Yamamoto S., Baba Y.G., Ito K. and Yamasako J. 2024. Complementary role of environmental DNA for line-transect bird surveys: A field test in a Japanese rice landscape. Ecological Indicators, 166: 112442. DOI: 10.1016/j.ecolind.2024.112442 EDN: OCWLCB
43. Katz A.D., Harper L.R., Sternhagen E.C., Pearce S.E., Melder C.A., Sperry J.H. and Davis M.A. 2021. Environmental DNA is effective in detecting the federally threatened Louisiana Pinesnake (Pituophis ruthveni). Environmental DNA, 3: 409-425. DOI: 10.1002/edn3.126 EDN: CIGANH
44. Kerley G., Landman M., Ficetola G.F., Boyer F., Bonin A., Rioux D., Taberlet P. and Coissac E. 2018. Diet shifts by adult flightless dung beetles Circellium bacchus, revealed using DNA metabarcoding, reflect complex life histories. Oecologia, 188: 29961180. DOI: 10.1007/s00442-018-4203-6 EDN: WEUPVX
45. Kirchgeorg S., Chang J.J.M., Ip Y.C.I., Jucker M., Geckeler C., Lüthi M., van der Loo E., Mächler E., Franco-Sierra N.D., Herrera M.A.G., Pellissier L., Deiner K., Desiderato A. and Mintchev S. 2024. eProbe: sampling of environmental DNA within tree canopies with drones. Environmental Science and Technology, 58(37): 16410-16420. DOI: 10.1021/acs.est.4c05595 EDN: THCVFB
46. Koskimies P. 1989. Birds as a tool in environmental monitoring. Annales Zoologici Fennici, 26(3): 153-166.
47. Lacoursière-Roussel A., Dubois Y., Normandeau E. and Bernatchez L. 2016. Improving herpetological surveys in eastern North America using the environmental DNA method. Genome, 59(11): 991-1007. DOI: 10.1139/gen-2015-0218 EDN: XUDBON
48. Le Maho Y., Karmann H., Briot D., Handrich Y., Robin J.P., Mioskowski E., Cherel Y. and Farni J. 1992. Stress in birds due to routine handling and a technique to avoid it. The American journal of physiology, 263(4 Pt 2): R775-R781. DOI: 10.1152/ajpregu.1992.263.4.R775
49. Lodge D., Turner C., Jerde C., Barnes M.A., Chadderton L., Egan S.P., Feder J.L., Mahon A.R. and Pfrender M.E. 2012. Conservation in a cup of water: estimating biodiversity and population abundance from environmental DNA. Molecular Ecology, 11: 2555-2558. DOI: 10.1111/j.1365-294X.2012.05600.x EDN: PMOZZX
50. Lodge D.M. 2024. Conservation in a litre of air. Molecular Ecology Resources, 24(1): e13883. DOI: 10.1111/1755-0998.13883 EDN: CAQQVT
51. Lozano Mojica J.D. and Caballero S. 2021. Applications of eDNA metabarcoding for vertebrate diversity studies in northern Colombian water bodies. Frontiers in Ecology and Evolution, 8: 617948. DOI: 10.3389/fevo.2020.617948 EDN: OKIUQL
52. Lynggaard C., Bertelsen M.F., Jensen C.V., Johnson M.S., Frøslev T.G., Olsen M.T. and Bohmann K. 2022. Airborne environmental DNA for terrestrial vertebrate community monitoring. Current Biology, 32(3): 701-707. DOI: 10.1016/j.cub.2021.12.014 EDN: TSZFMQ
53. Lynggaard C., Frøslev T.G., Johnson M.S., Olsen M.T. and Bohmann K. 2024. Airborne environmental DNA captures terrestrial vertebrate diversity in nature. Molecular Ecology Resources, 24(1): e13840. DOI: 10.1111/1755-0998.13840
54. Macher T.-H., Schütz R., Arle J., Beermann A.J., Koschorreck J., Leese F. 2021. Beyond fish eDNA metabarcoding: field replicates disproportionately improve the detection of stream associated vertebrate species. Metabarcoding and Metagenomics, 5: e66557. DOI: 10.3897/mbmg.5.66557 EDN: IMBDXM
55. Mariani S., Harper L.R., Collins R.A., Baillie C., Wangensteen O.S., McDevitt A.D., Heddell-Cowie M. and Genner M.J. 2021. Estuarine molecular bycatch as a landscape-wide biomonitoring tool. Biological Conservation, 261: 109287. DOI: 10.1016/j.biocon.2021.109287 EDN: FUMSDH
56. McDonald R., Bateman P.W., Cooper C., van der Heyde M., Mousavi-Derazmahalleh M., Hedges B.A., Guzik M.T. and Nevill P. 2023. Detection of vertebrates from natural and artificial inland water bodies in a semiarid habitat using eDNA from filtered, swept, and sediment samples. Ecology and Evolution, 13: e10014. DOI: 10.1002/ece3.10014 EDN: JPNIEV
57. Mena J.L., Yagui H., Tejeda V., Bonifaz E., Bellemain E., Valentini A., Tobler M.W., Sánchez-Vendizú P. and Lyet A. 2021. Environmental DNA metabarcoding as a useful tool for evaluating terrestrial mammal diversity in tropical forests. Ecological Applications, 31(5): e02335. DOI: 10.1002/eap.2335 EDN: WPWWVW
58. Miaud C., Taberlet P. and Dejean T. 2012. ADN “environnemental”: un saut méthodologique pour les inventaires de la biodiversité. Sciences Eaux and Territoires, 6: 92-95. DOI: 10.14758/SET-REVUE.2012.6.16
59. Miya M. 2022. Environmental DNA metabarcoding: a novel method for biodiversity monitoring of marine fish communities. Annual Review of Marine Science, 14: 161-185. DOI: 10.1146/annurev-marine-041421-082251 EDN: XKDZPG
60. Miyata K., Inoue Y., Amano Y., Nishioka T., Yamane M., Kawaguchi T., Morita O. and Honda H. 2021. Fish environmental RNA enables precise ecological surveys with high positive predictivity. Ecological Indicators, 128: 107796. DOI: 10.1016/j.ecolind.2021.107796 EDN: HZQAMZ
61. Monge O., Dumas D. and Baus I. 2020. Environmental DNA from avian residual saliva in fruits and its potential uses in population genetics. Conservation Genetics Resources, 12: 131-139. DOI: 10.1007/s12686-018-1074-4 EDN: DXYYBS
62. Mokievsky V.O., Tsetlin A.B., Azovsky A.I., Naumov A.D., Kosobokova K.N., Kuzishchin K.V., Sapozhnikov F.V., Vedenin A.A., Gavrilo M.V., Isachenko A.I., Ilyushin D.G., Simakova U.V., Zalota A.K., Shabalin N.V., Maksimova O.V., Glazov D.M., Mardashova M.V., Kalinina O.Yu., Valieva A.S., Zagretdinova D.R., Lazareva R.E. and Udovik D.A. 2020. Species as biological indicators of the state of marine arctic ecosystems. NIR Foundation, Moscow, 383 p. [In Russian].
63. Muff M., Jaquier M., Marques V., Ballesta L., Deter J., Bockel T., Hocdé R., Juhel J.B., Boulanger E., Guellati N., Fernández A.P., Valentini A., Dejean T., Manel S., Albouy C., Durville P., Mouillot D., Holon F. and Pellissier L. 2023. Environmental DNA highlights fish biodiversity in mesophotic ecosystems. Environmental DNA, 5(1): 56-72. DOI: 10.1002/edn3.358 EDN: CVJSBT
64. Neice A.A. and McRae S.B. 2021. An eDNA diagnostic test to detect a rare, secretive marsh bird. Global Ecology and Conservation, 27: e01529. DOI: 10.1016/j.gecco.2021.e01529 EDN: EAMKHE
65. Newton J.P., Bateman P.W., Heydenrych M.J., Kestel J.H., Dixon K.W., Prendergast K.S., White N.E. and Nevill P. 2023. Monitoring the birds and the bees: Environmental DNA metabarcoding of flowers detects plant-animal interactions. Environmental DNA, 5: 488-502. DOI: 10.1002/edn3.399 EDN: QWWMIZ
66. Newton J.P., Nevill P., Bateman P.W., Campbell M.A. and Allentoft M.E. 2024. Spider webs capture environmental DNA from terrestrial vertebrates. iScience, 27(2): 108904. DOI: 10.1016/j.isci.2024.108904
67. Palacios Mejia M., Curd E., Edalati K., Renshaw M.A., Dunn R., Potter D., Fraga N., Moore J., Saiz J., Wayne R. and Parker S.S. 2021. The utility of environmental DNA from sediment and water samples for recovery of observed plant and animal species from four Mojave Desert springs. Environmental DNA, 3(1): 214-230. DOI: 10.1002/edn3.161 EDN: TWXXRQ
68. Parsons K.M., Everett M., Dahlheim M. and Park L. 2018. Water, water everywhere: Environmental DNA can unlock population structure in elusive marine species. Royal Society open science, 5: 180537. DOI: 10.1098/rsos.180537
69. Pérez-Fleitas E., Milián-García Y., Sosa-Rodríguez G., Amato G., Rossi N., Shirley M.H. and Hanner R.H. 2023. Environmental DNA-based biomonitoring of Cuban Crocodylus and their accompanying vertebrate fauna from Zapata Swamp, Cuba. Scientific Reports, 13: 20438. DOI: 10.1038/s41598-023-47675-8 EDN: YYKACS
70. Piaggio A.J., Engeman R.M., Hopken M.W., Humphrey J.S., Keacher K.L., Bruce W.E. and Avery M.L. 2014. Detecting an elusive invasive species: a diagnostic PCR to detect Burmese python in Florida waters and an assessment of persistence of environmental DNA. Molecular Ecology Resources, 14(2): 374-380. DOI: 10.1111/1755-0998.12180
71. Pinakhina D.V. and Chekunova E.M. 2020. Environmental DNA: history of studies, current and perspective applications in fundamental and applied research. Ecological Genetics, 18(4): 493-509. [In Russian]. DOI: 10.17816/ecogen25900 EDN: AICOPG
72. Polanco F.A., Mutis Martinezguerra M., Marques V., Villa-Navarro F., Borrero Pérez G.H., Cheutin M.C., Dejean T., Hocdé R., Juhel J.B., Maire E., Manel S., Spescha S., Valentini A., Mouillot D., Albouy C. and Pellissier L. 2021. Detecting aquatic and terrestrial biodiversity in a tropical estuary using environmental DNA. Biotropica, 53: 1606-1619. DOI: 10.1111/btp.13009 EDN: DJDGTG
73. Port J.A., O’Donnell J.L., Romero-Maraccini O.C., Leary P.R., Litvin S.Y., Nickols K.J., Yamahara K.M. and Kelly R.P. 2016. Assessing vertebrate biodiversity in a kelp forest ecosystem using environmental DNA. Molecular Ecology, 25: 527-541. DOI: 10.1111/mec.13481
74. Ritter C.D., Dal Pont G., Stica P.V., Horodesky A., Cozer N., Netto O.S.M., Henn C., Ostrensky A. and Pie M.R. 2022. Wanted not, wasted not: Searching for non-target taxa in environmental DNA metabarcoding by-catch. Environmental Advances, 7: 100169. DOI: 10.1016/j.envadv.2022.100169 EDN: EMQMJJ
75. Roesma D.I., Djong H.T., Janra M.N. and Aidil D.R. 2021. Freshwater vertebrates monitoring in Maninjau Lake, West Sumatra, Indonesia using environmental DNA. Biodiversitas, 22(5): 2794-2802. DOI: 10.13057/biodiv/d220543 EDN: OSRDOD
76. Ryan E., Bateman P., Fernandes K., van der Heyde M. and Nevill P. 2022. eDNA metabarcoding of log hollow sediments and soils highlights the importance of substrate type, frequency of sampling and animal size, for vertebrate species detection. Environmental DNA, 4: 940-953. DOI: 10.1002/edn3.306 EDN: MSYOZI
77. Saenz-Agudelo P., Delrieu-Trottin E., DiBattista J.D., Martínez-Rincon D., Morales-González S., Pontigo F., Ramírez P., Silva A., Soto M. and Correa C. 2022. Monitoring vertebrate biodiversity of a protected coastal wetland using eDNA metabarcoding. Environmental DNA, 4: 77-92. DOI: 10.1002/edn3.200 EDN: MEBEPI
78. Sakata M.K., Yamamoto S., Gotoh R.O., Miya M., Yamanaka H. and Minamoto T. 2020. Sedimentary eDNA provides different information on timescale and fish species composition compared with aqueous eDNA. Environmental DNA, 2(4): 505-518. DOI: 10.1002/edn3.75 EDN: RPIFGA
79. Schütz R., Tollrian R. and Schweinsberg M. 2020. A novel environmental DNA detection approach for the wading birds Platalea leucorodia, Recurvirostra avosettaand Tringa totanus. Conservation Genetics Resources, 12: 529-531. DOI: 10.1007/s12686-020-01143-x EDN: UXIKGO
80. Serrao N.R., Weckworth J.K., McKelvey K.S., Dysthe J.C. and Schwartz M.K. 2021. Molecular genetic analysis of air, water, and soil to detect big brown bats in North America. Biological Conservation, 261: 109252. DOI: 10.1016/j.biocon.2021.109252 EDN: RUHJSA
81. Sigsgaard E.E., Nielsen I.B., Bach S.S., Lorenzen E.D., Robinson D.P., Knudsen S.W., Pedersen M.W., Jaidah M.A., Orlando L., Willerslev E., Møller P.R. and Thomsen P.F. 2016. Population characteristics of a large whale shark aggregation inferred from seawater environmental DNA. Nature Ecology and Evolution, 1(1): 4. DOI: 10.1038/s41559-016-0004
82. Sogin M.L., Morrison H.G., Huber J.A. Mark Welch D., Huse S.M., Neal P.R., Arrieta J.M. and Herndl G.J. 2006. Microbial diversity in the deep sea and the underexplored “rare biosphere”. Proceedings of the National Academy of Sciences, 103(32): 12115-12120. DOI: 10.1073/pnas.0605127103
83. Sohn H. and Song Y. 2024. Monitoring of mammal and bird species in an urban ecological park using environmental DNA metabarcoding. Urban Ecosystems, 27: 1-14. DOI: 10.1007/s11252-024-01557-7 EDN: WWFJWR
84. Steele B.B., Bayn R.L. and Val Grant C. 1984. Environmental monitoring using populations of birds and small mammals: Analyses of sampling effort. Biological Conservation, 30(2): 157-172. DOI: 10.1016/0006-3207(84)90064-8
85. Suarez-Bregua P., Alvarez-Gonzalez M., Parsons K.M., Rotllant J., Pierce G.J. and Saavedra C. 2022. Environmental DNA (eDNA) for monitoring marine mammals: Challenges and opportunities. Frontiers in Marine Science, 9: 987774. DOI: 10.3389/fmars.2022.987774 EDN: IVKHGB
86. Taberlet P., Coissac E., Hajibabaei M. and Rieseberg L.H. 2012a. Environmental DNA. Molecular Ecology, 21(8): 1789-1793. DOI: 10.1111/j.1365-294x.2012.05542.x EDN: PMOZZN
87. Taberlet P., Coissac E., Pompanon F., Brochmann C. and Willerslev E. 2012b. Towards next-generation biodiversity assessment using DNA metabarcoding. Molecular Ecology, 21(8): 2045-2050. DOI: 10.1111/j.1365-294x.2012.05470.x EDN: PHPPNT
88. Taberlet P., Bonin A., Zinger L. and Coissac E. 2018. Environmental DNA: For biodiversity research and monitoring. Oxford University Press, Oxford. DOI: 10.1093/oso/9780198767220.001.0001 EDN: YHWXGP
89. Takahara T., Minamoto T., Yamanaka H., H. and Kawabata Z. 2012. Estimation of fish biomass using environmental DNA. PLoS ONE, 7(4): e35868. DOI: 10.1371/journal.pone.0035868
90. Takahara T., Minamoto T. and H. 2013. Using environmental DNA to estimate the distribution of an invasive fish species in ponds. PLoS ONE, 8(2): e56584. DOI: 10.1371/journal.pone.0056584
91. Takahashi M., Saccò M., Kestel J.H., Nester G., Campbell M.A., van der Heyde M., Heydenrych M.J., Juszkiewicz D.J., Nevill P., Dawkins K.L., BesseyC., Fernandes K., Miller H., Power M., Mousavi-Derazmahalleh M., Newton J.P., White N.E., Richards Z.T. and Allentoft M.E. 2023. Aquatic environmental DNA: a review of the macro-organismal biomonitoring revolution. Science of the Total Environment, 873: 162322. DOI: 10.1016/j.scitotenv.2023.162322 EDN: FHRHSB
92. Tetzlaff S.J., Katz A.D., Wolff P.J. and Kleitch M.E. 2024. Comparison of soil eDNA to camera traps for assessing mammal and bird community composition and site use. Ecology and Evolution, 14(7): e70022. DOI: 10.1002/ece3.70022 EDN: BCUSOE
93. Thomsen P., Kielgast J., Iversen L., Moller P., Rasmussen M. and Willerslev E. 2012a. Detection of a diverse marine fish fauna using environmental DNA from seawater samples. PLoS ONE, 7: e41732. DOI: 10.1371/journal.pone.0041732 EDN: RJKQDJ
94. Thomsen P.F., Kielgast J.O.S., Iversen L.L., Wiuf C., Rasmussen M., Gilbert M.T.P., Orlando L. and Willerslev E. 2012b. Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA. Molecular Ecology, 21(11): 2565-2573. DOI: 10.1111/j.1365-294x.2011.05418.x EDN: PKXTVL
95. Thomsen P.F., Møller P.R., Sigsgaard E.E., Knudsen S.W., Jørgensen O.A. and Willerslev E. 2016. Environmental DNA from seawater samples correlate with trawl catches of subarctic, deepwater fishes. PLoS ONE, 11: e0165252. DOI: 10.1371/journal.pone.0165252 EDN: VKJYYB
96. Thomsen P.F. and Sigsgaard E.E. 2019. Environmental DNA metabarcoding of wild flowers reveals diverse communities of terrestrial arthropods. Ecology and Evolution, 9(4): 1665-1679. DOI: 10.1002/ece3.4809
97. Tsuji S., Inui R., Nakao R., Miyazono S., Saito M., Kono T. and Akamatsu Y. 2022. Quantitative environmental DNA metabarcoding shows high potential as a novel approach to quantitatively assess fish community. Scientific Reports, 12: 21524. DOI: 10.1038/s41598-022-25274-3 EDN: SSOKQW
98. Urban L., Miller L.K., Eason D., Vercoe D., Shaffer M., Wilkinson S.P., Jeunen G.-J., Gemmell N.J. and Digby A. 2023. Non-invasive real-time genomic monitoring of the critically endangered kākāpō. eLife, 12: RP84553. DOI: 10.7554/eLife.84553.2
99. Ushio M., Murakami H., Masuda R., Sado T., Miya M., Sakurai S., Yamanaka H., Minamoto T. and Kondoh M. 2018a. Quantitative monitoring of multispecies fish environmental DNA using high-throughput sequencing. Metabarcoding and Metagenomics, 2: e23297. DOI: 10.3897/mbmg.2.23297
100. Ushio M., Murata K., Sado T., Nishiumi I., Takeshita M., Iwasaki W. and Miya M. 2018b. Demonstration of the potential of environmental DNA as a tool for the detection of avian species. Scientific Reports, 8(1): 4493. DOI: 10.1038/s41598-018-22817-5
101. Valsecchi E., Bylemans J., Goodman S.J., Lombardi R., Carr I., Castellano L., Galimberti A. and Galli P. 2020. Novel universal primers for metabarcoding environmental DNA surveys of marine mammals and other marine vertebrates. Environmental DNA, 2(4): 460-476. DOI: 10.1002/edn3.72 EDN: NBDVVD
102. Villacorta-Rath C., Hoskin C.J., Strugnell J.M. and Burrows D. 2021. Long distance (>20 km) downstream detection of endangered stream frogs suggests an important role for eDNA in surveying for remnant amphibian populations. PeerJ, 9: e12013. DOI: 10.7717/peerj.12013 EDN: KLNIWM
103. Walker F.M., Sanchez D.E., Froehlich E.M., Federman E.L., Lyman J.A., Owens M. and Lear K. 2022. Endangered nectar-feeding bat detected by environmental DNA on flowers. Animals, 12: 3075. DOI: 10.3390/ani12223075 EDN: GESOIU
104. Wang Z., Liu X., Liang D., Wang Q., Zhang L. and Zhang P. 2023. VertU: universal multilocus primer sets for eDNA metabarcoding of vertebrate diversity, evaluated by both artificial and natural cases. Frontiers in Ecology and Evolution, 11: 1164206. DOI: 10.3389/fevo.2023.1164206 EDN: YJVBFI
105. Xu C.C., Yen I.J., Bowman D. and Turner C.R. 2015. Spider web DNA: a new spin on noninvasive genetics of predator and prey. PloS one, 10(11): e0142503. DOI: 10.1371/journal.pone.0142503
106. Yamamoto S., Masuda R., Sato Y., Sado T., Araki H., Kondoh M., Minamoto T. and Miya M. 2017. Environmental DNA metabarcoding reveals local fish communities in a species-rich coastal sea. Scientific Reports, 7: 40368. DOI: 10.1038/srep40368 EDN: AIZCCS
107. Yang S., Francis R.J., Holding M. and Kingsford R.T. 2024. Aerial photography and machine learning for estimating extremely high flamingo numbers on the Makgadikgadi Pans, Botswana. Global Ecology and Conservation, 53: e03011. DOI: 10.1016/j.gecco.2024.e03011 EDN: BEMYRF
Выпуск
Другие статьи выпуска
Двустворчатые моллюски Arctica islandica (Linnaeus, 1776) широко распространены в Северной Атлантике и прилегающих полярных водах, включая Белое море. Они стали объектом обширных исследований благодаря своему промысловому значению и чрезвычайной долговечности. Однако мало что известно об их трофическом поведении за исключением нескольких лабораторных экспериментов, использовавших культивированные водоросли. В этом исследовании моллюскам (средняя длина раковины 23.4 ± 1.89 мм, сырой вес 3.15 ± 0.85 г) в качестве пищи был предложен планктон, свежесобранный в прибрежных водах Белого моря. В течениe 4-часового эксперимента Arctica поглотили широкий спектр частиц, от пикопланктонных цианобактерий (<2 мкм) и нано-криптофит до цепочек диатомей (>250 мкм в длину). Скорости фильтрации, измеренные на разных видах планктона, варьировали от 0.53 л ч-1 до 4.27 л ч-1. Максимальные удельные скорости фильтрации Arctica (6.02 л ч-1 г-1 сырого веса тканей) соответствовали ранее опубликованным показателям для литоральных мидий, таких как Mytilus edulis Linnaeus, 1758. Рассчитанная селективность питания увеличивалась нелинейно с размером пищевых частиц. Однако моллюски также выбирали между клетками схожего размера и таксономической принадлежности. В дополнение к предпочитаемому диатомовому фитопланктону моллюски отфильтровывали гетеротрофных динофлагеллят и других микроконсументов. На основании скорости поглощения планктона рацион Arctica равнялся ~1% углерода ее тканей в день и соответствовал рассчитанной удельной скорости роста 0.003 д-1.
Усиление биосинтеза каталазы, антиоксидантного фермента, рассматривается в литературе как часть физиологического механизма, поддерживающего жизнеспособность комаров в стрессовых условиях. Недавно при определении активности каталазы в гомогенатах самцов комаров Aedes (Aedes) geminus Peus и Culex territans Walker автором показано, что у неокрепших и незрелых имаго активность фер мента повышена; далее в онтогенезе уровень активности фермента снижается и выходит на плато. В настоящей работе проведена проверка этой закономерности у самцов комаров двух видов из подро да Ochlerotatus рода Aedes. Активность каталазы измерена в гомогенатах недавно слинявших и зрелых самцов A. (O.) communis (de Geer) и A. (O.) cantans (Meigen), выявлены различия в удельной активно сти фермента между возрастными группами, аналогичные обнаруженным ранее у других видов кома ров: в возрасте менее 1 суток от выплода активность фермента значимо выше, чем в период от 3-4 до 8-10 суток. Повышенная активность каталазы, выявленная у самцов возраста менее 1 суток, вероятно, связана со стрессовым состоянием насекомого во время и/или сразу после метаморфоза. Возможно, повышенная активность каталазы в период после линьки необходима в связи с продукцией пероксида водорода при биосинтезе меланина. Выявленная динамика каталазной активности может индуктивно рассматриваться как общая закономерность среди комаров семейства Culicidae.
Впервые изучено строение сейсмосенсорной системы и установлена топография сейсмосенсорных каналов у нототениевидных рыб рода Bovichtus Valenciennes in Cuvier & Valenciennes, 1832: B. diacanthus Carmichael, 1810, B. psychrolutes Günther, 1861, B. angustifrons Regan, 1913 и B. oculus Hardy, 1988, а также у представителей двух других родов семейства бовихтовых - Cottoperca Steindachner, 1875 и Halaphritis Last, Balushkin et Hutchins, 2002, обитающих в нотальных водах Южного полушария. Проведено сравнение топографии каналов между изученными родами и видами Bovichtidae, установлены их диагностические признаки и различия. Особое внимание уделено строению костей, через которые проходят каналы, а именно: костным элементам окологлазничного кольца, плечевого пояса (posttemporale и supratemporale), неврокраниума (parietale, supraoccipitale, extrascapulare laterale и nasale) и периферийным структурам (канальцам и порам) как различных видов, так и родов. Для рода Bovichtus выявлено следующее направление эволюционных преобразований в ряду B. diacanthus - B. veneris - B. psychrolutes - B. oculus: редукция периферийных структур на голове, редукция костной крыши на большей части затылочной комиссуры и вытянутая форма члеников с выемкой для канальца сбоку. Неотенические признаки обнаружены у B. oculus, который ранее был сведён в синонимию B. psychrolutes - первичные поры в предкрышечно-нижнечелюстном канале, длинный участок надглазничного канала в nasale и меньшее развитие кожных образований сенсорных каналов головы. Функциональное значение обнаруженных преобразований предположительно связано с местом и глубиной обитания рыб, способом поиска пищи.
Обновлен кадастр находок болотной черепахи Emys orbicularis (Linnaues, 1758) в Казахстане. Уточнены старые сведения о находках вида, имевших неточные привязки к местности и/или неточное датирование. Новые сведения для бассейнов рек Ори, Илека, Уила и Эмбы подтверждают данные по обитанию здесь черепахи почти полувековой и вековой давности. Дополнительные пункты встреч E. orbicularis на севере Тургайской столовой равнины обрисовывают северо-восточные пределы распространения вида в Казахстане. Черепаха найдена на правых притоках р. Иргиз, заметно пересыхающих в летний сезон. Единичные встречи зарегистрированы в прибрежной зоне казахстанского сектора Каспия с соленостью воды до 12-13‰. По разрозненным данным 1990-2020 гг., встречаемость черепахи в Западном Казахстане варьирует от 1-3 до 9-10 особей на километр. Сезон размножения от спаривания до откладки яиц длится с третьей декады апреля по июнь включительно, выход сеголеток происходит в августе. Зарегулирование стока рек, забор воды и ее загрязнение, выпас скота, браконьерские сети, строительство мостов, дамб, прокладка дорог, сопровождающиеся гибелью черепах и разрушением мест обитания, лимитируют стабильность популяций E. orbicularis в Казахстане.
В работе освещаются результаты ревизии коллекций из раскопок 1950-х гг. и изучения новых палеонтологических материалов многослойной верхнепалеолитической стоянки Костёнки 17 (Спицынская). Фауна включает 15 видов млекопитающих, среди которых присутствуют широко распространённые виды, имеющие голарктический ареал, представители широколиственных и смешанных лесов и мигранты из аридных территорий - степей, полупустынь.
Один из массовых пролётных путей птиц в Европе - Беломорско-Балтийская миграционная трасса, проходящая по восточной Прибалтике. С целью изучения перелетов птиц путем кольцевания на Куршской косе была основана первая в мире орнитологическая станция Vogelwarte Rossitten, работу которой продолжила Биологическая станция «Рыбачий» Зоологического института РАН. За 19562020 гг. в этом месте сотрудниками Биостанции было окольцовано 3 миллиона 214 тысяч 217 особей птиц 202 видов и получено 10165 сообщений о дальних находках колец у 99 видов птиц. В статье представлен краткий обзор этих результатов. Основное внимание уделено следующим темам: а) результативности кольцевания разных видов птиц, включая падение доли возврата колец, б) географическому распределению мигрантов с примером миграционной связности между географическими областями в разные сезоны, в) возможностям изучения динамики численности популяций на основе данных ежегодного отлова, а также г) разным аспектам демографического изучения популяций по результатам кольцевания. Статья написана с целью ознакомления международной орнитологической общественности с нашими результатами кольцевания птиц, не вошедшими (по причинам, не связанными с наукой) в известный международный интерактивный атлас миграций и веб-сайт по ЕвразийскоАфриканскому пролётному пути птиц (2022 г.).
Статистика статьи
Статистика просмотров за 2026 год.
Издательство
- Издательство
- ЗИН РАН
- Регион
- Россия, Санкт-Петербург
- Почтовый адрес
- 199034, г. Санкт-Петербург, Университетская наб., д. 1
- Юр. адрес
- 199034, г. Санкт-Петербург, Университетская наб., д. 1
- ФИО
- Чернецов Никита Севирович (Директор)
- E-mail адрес
- director@zin.ru
- Контактный телефон
- +7 (812) 3280011
- Сайт
- https://zin.ru