Статья: Дубы Quercus robur L. из г. Герники. Связь поколений (2025)

Поверхностная стерилизация семян подсолнечника (Helianthus annuus L.) является сложной задачей из-за особенностей их морфологии. Шероховатая и пористая поверхность семян способствует адгезии микроорганизмов, что значительно затрудняет процесс обеззараживания. В данной работе проведена комплексная оценка эффективности различных химических агентов, применяемых для поверхностной стерилизации: этанола (C₂H₆O), перекиси водорода (H₂O₂), перманганата калия (KMnO₄), гипохлорита натрия (NaClO), нитрата серебра (AgNO₃), а также их комбинаций. Результаты показали, что большинство испытанных веществ, включая этанол (70–96%), перекись водорода (1–3%), перманганат калия (0,5–1%) и гипохлорит натрия (1–15%), не обеспечивают полной стерильности семян, независимо от концентрации и времени экспозиции.

Наибольшую эффективность в устранении поверхностной контаминации продемонстрировал нитрат серебра. При концентрациях 1–5% и времени обработки 7–15 минут данный агент полностью подавлял рост микроорганизмов, не вызывая при этом значительного снижения жизнеспособности семян. Однако в некоторых вариантах опыта наблюдалось частичное повреждение корневой системы проростков, что указывает на необходимость точного подбора параметров стерилизации.

Исследование подтверждает, что для семян подсолнечника требуется индивидуальный подход при разработке протоколов стерилизации, учитывающий баланс между эффективностью обеззараживания и сохранением физиологических характеристик семян. Полученные данные представляют практическую ценность для фитопатологических, микробиологических и биотехнологических исследований, где необходим стерильный растительный материал. Результаты работы могут быть использованы для оптимизации методов предпосевной обработки семян в лабораторных и производственных условиях, а также при разработке новых способов обеззараживания семян с высокой микробной обсемененностью.

Erwinia rhapontici (Millard 1924) Burkholder 1948 – это фитопатогенная бактерия, вызывающая розовый бактериоз зерна у зерновых и зернобобовых культур, а также различные виды гнилей и другие симптомы у широкого перечня ценных сельскохозяйственных растений, и для полного понимания патогенного потенциала этой бактерии необходимо детально изучить максимально возможное число штаммов. Целью данной работы является создание комплексной характеристики бактериального штамма VNIIKRB- 0035 E. rhapontici, выделенного из ячменя обыкновенного озимого (Hordeum vulgare L.), происхождение – Республика Крым. В работе представлены его морфологические свойства, которые были изучены с помощью микроскопии клеток, а также фотографии колоний бактериальных культур на питательной среде R2A. Клетки данного штамма палочковидной формы, их размер 0,8–1,5 мкм в длину, 0,2–0,4 мкм в ширину. Бактериальные колонии штамма VNIIKR-B-0035 на среде R2A – беловатого цвета, слизистые, однородные, имеют круглую выпуклую форму, гладкую и блестящую поверхность, непрозрачны, а выработка водорастворимых пигментов отсутствует. Биохимические особенности были и з у ч е н ы н а б о р о м д л я и д е н т и ф и к а ц и и Enterobacteriaceae и физиологических сходных бактерий API 20E (Biomerieux, Франция). Бактерии этого штамма способны сбраживать многие виды сахаров, восстанавливают нитриты, не продуцируют аргининдигидролазу, лизиндекарбоксилазу, орнитиндекарбоксилазу, уреазу, индол, ацетоин, желатиназу и H S, а также не 2 способны утилизировать цитраты. Молекулярногенетическая характеристика проведена с использованием четырех ПЦР-тестов на различные гены, специфичных для данной фитопатогенной бактерии. Штамм VNIIKR-B-0035 идентифицирован с использованием ПЦР-тестов с праймерами TSU01/TSU02, ERH-1A/ERH-1B и isoRF/isoRR, а также путем секвенирования участка гена rpoD. Это первая молекулярно-генетическая идентификация E. rhapontici в России. Эта работа подтвердила, что ячмень обыкновенный (Hordeum vulgare L.) может служить источником изоляции E. rhapontici.

Статья посвящена диагностике инвазивного для европейской части России вида – гобийского кожееда (Attagenus gobicola J. Frivaldszky, 1892). Также в статье приводятся данные о распространении этого вида и освещается история его инвазии в Европу. Подчеркивается, что риск дальнейшей инвазии гобийского кожееда имеет высокий уровень неопределенности и на настоящий момент крайне трудно прогнозировать, будет ли данный вид проявлять себя как опасный складской вредитель или же его вклад будет несущественным. Необходим дальнейший мониторинг данной инвазии, для чего и был составлен упрощенный диагностический ключ. Основой для проведенной работы послужила коллекция семейства кожеедов (Dermestidae) энтомологического фонда Всероссийского центра карантина растений, включающая богатые и достоверно определенные сборы одного из ведущих специалистов по кожеедам – Е. А. Соколова. В работе приведен адаптированный иллюстрированный ключ, позволяющий дифференцировать гобийского кожееда от иных видов кожеедов, связанных с продуктами запасов. Подсемейство Attageninae из вредителей запасов включает только род Attagenus Latreille, 1802. Основные признаки, позволяющие диагностировать гобийского кожееда, следующие: беспорядочно разбросанные шипики на задней поверхности передних голеней; длинная передняя голень (длина превышает ширину в 4–5 раз); одноцветные надкрылья без пятен и перевязей, а также строение вершинного членика усиков самца, который длиннее двух предыдущих, вместе взятых, в 6–7 раз. Ключ проиллюстрирован оригинальными фотографиями. Сформированный ключ позволит значительно облегчить идентификацию гобийского кожееда и будет полезен специалистам в области защиты и карантина растений.

В и р о и д ру б це в ат о с т и п л одо в я б л о н и (Apscaviroid cicatricimali, Apple scar skin viroid, ASSVd) является одним из особо опасных фитопатогенов, поражающих семечковые и косточковые плодовые культуры. Вироидная инфекция представляет потенциальную опасность, которая может нанести экономический ущерб производству плодовых культур. Наиболее распространенным способом передачи ASSVd является контактная передача (механически через рабочие инструменты), а также через прививку (от зараженного растения к здоровому). В статье приведена краткая обзорная информация по вироиду, а также показаны данные по апробации олигонуклеотидов для диагностики ASSVd методом ПЦР в режиме реального времени (ПЦРРВ) с использованием отечественных реактивов.

Проверку работы олигонуклеотидов осуществляли с помощью отечественных наборов реагентов компании ООО «НПФ Синтол» и ЗАО «Евроген». Для проведения экспериментов по оценке специфичности праймеров использовали различные изоляты близкородственных вироидов из семейств Avsunviroidae и Pospiviroidae. В данной работе проведен анализ олигонуклеотидов с использованием онлайн-сервиса NCBI Primer-BLAST. В исследовании проведено множественное выравнивание нук леотидных последовательностей изолятов вироида рубцеватости плодов яблони с помощью специальных программ MAFFT и AliView. Биоинформатически проанализированы видоспецифичные олигонуклеотиды на возможность образования вторичных структур – шпилек и димеров, которые могут повлиять на диагностику фитопатогена. Установлено, что праймеры cASSVd/hASSVd и ASS-F/ASS-R способны образовывать большое количество вторичных структур, которые могут привести к ложноположительному результату. С помощью праймеров ASSVd-F91/ASSVd-R291, ASS-F/ASS-R и зонда ASS-Р возможно идентифицировать вироид рубцеватости плодов яблони методом ПЦР-РВ.

Пшеница ( Triticum aestivum L.) является одной из наиболее важных для человека зерновых культур. В России основные зернопроизводящие регионы - это Западная Сибирь, Краснодарский край и Поволжье. Значительному снижению урожая пшеницы способствуют заболевания, вызываемые грибными патогенами, такими как стеблевая ржавчина (возбудитель Puccinia graminis f. sp. tritici ) и желтая пятнистость (возбудитель Pyrenophora tritici-repentis ). В работе проведена оценка ювенильной устойчивости в лабораторных условиях 92 яровых сортов мягкой пшеницы, возделываемых на территории Поволжья к двум популяциям P. graminis f. sp. tritici (челябинской популяции гриба 2024 года и чувашской популяции 2025 года) и двум популяциям Pyrenophora tritici-repentis (тамбовской популяции патогена 2024 года и пензенской популяции 2025 года), а также идентификация генов устойчивости к стеблевой ржавчине ( Sr24, Sr25, Sr26, Sr28, Sr31, Sr36, Sr38, Sr57, Sr1A1R ) и доминантной аллели гена восприимчивости к желтой пятнистости Tsn1 с помощью молекулярных маркеров. Показано, что к челябинской популяции стеблевой ржавчины были устойчивы 26 сортов (28,2%), к чувашской популяции гриба - 50 сортов (54,3%). К обеим популяциям возбудителя стеблевой ржавчины был устойчив 21 сорт (22,8%). К тамбовской популяции желтой пятнистости умеренно устойчивы 15,2% и устойчивы 2,2% сортов, к пензенской популяции гриба умеренно устойчивы 34,7% и устойчивы 47,8% сортов. К обеим популяциям возбудителя желтой пятнистости умеренно устойчивы 11 сортов (11,9%), устойчивы два сорта - Экада 253 и Скирда, что составило 2,1% от общего количества сортов. В сортах идентифицированы гены: Sr31, Sr24, Sr25, Sr28, Sr38, Sr57, Sr1A1R, Tsn1. Выделены перспективные сорта с групповой устойчивостью: 100 лет ТАССР ( Sr31, Tsn1 ), Канюк ( Sr24+Sr1A1R, tsn1 ), Экада 253 ( Sr31, tsn1 ) и Экада 258 ( Sr31, tsn1 ).[ПW1]

В данной статье рассматриваются перспективы использования растений картофеля в культуре in vitro для поддержания и изучения вирусов, а также представлен краткий обзор информации о рекомендуемом протоколе выращивания и микроклонального размножения вирусных растений картофеля в культуре in vitro. Создание коллекции патогенных и карантинных вирусов растений in vitro необходимо для разработки исследовательской базы вирусов растений. Многие вирусы плохо сохраняются в мертвом растительном материале в течение длительного времени, поэтому наличие коллекции живых изолированных растений позволит сохранять материал и проводить исследования на протяжении всего года, наблюдать динамику развития симптомов. Наблюдение за симптомами в стерильных и изолированных условиях in vitro позволит объективно и более точно охарактеризовать симптомы, вызываемые различными штаммами и видами вирусов. Некоторые растения, в том числе и в культуре in vitro, могут служить индикаторами и использоваться для подтверждения наличия инфекции. В данной работе применены методы микроклонального размножения растений, метод ПЦР, совмещенный с обратной транскрипцией, для выявления вирусов в растительном материале, а также методы стерилизации, необходимые для работы с асептическим растительным материалом. Результаты проведенного исследования доказали эффективность хранения вирусов растений в культуре in vitro. Полученные данные методом ОТ-ПЦР-РВ показали сохранение вирусов в ходе микроклонального размножения зараженных вирусами растений в культуре in vitro вне зависимости от пассажа. То есть данный метод позволяет хранить живой вирусный материал на протяжении длительного периода времени.